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细胞增殖分化到铺满细胞瓶时，就需要把细胞消化并传代培养。细胞消化过程是这样的：把细胞瓶内旧的培养基倒出来，加入2毫升无菌PBS洗去多余杂质，然后加入2 - 3毫升胰蛋白酶溶液进行消化。在荧光显微镜下观察细胞形态，把细胞瓶放在倒置显微镜上看，看到大多数细胞收缩成球状时，马上停止消化，一般消化时间跟细胞密度成正比。停止消化的方法是：把细胞瓶内胰蛋白酶除去，然后沿着细胞瓶口慢慢加入2毫升培养基，轻轻晃动后倒掉，这个过程要注意防止细胞大面积漂浮，然后倒掉含有胰蛋白酶的培养基，用移液枪吸3 - 4毫升新培养基，冲洗细胞瓶里的细胞，多次吹打直到绝大部分细胞漂浮，消化完成后把旧细胞瓶里一部分细胞转移到新的培养瓶里。含有细胞的培养基和新鲜培养基按1 : 3的比例加到新细胞瓶里。细胞每消化一次就是一代。细胞培养到第3代左右就可以用来进行细胞接种。

细胞接种是考察材料生物相容性之前的必要步骤。细胞接种就是把含有一定密度细胞的培养基滴到试样表面，让细胞黏附在样品表面。一般在多孔板里进行细胞接种。接种实验具体操作过程如下：首先准备样品，把样品放在孔板里，往孔里加入消毒酒精没过样品表面，在紫外灯下静置30分钟来杀菌。然后用无菌PBS清洗样品3次，每次间隔20分钟，把残留的酒精去掉，之后把含有样品的孔板放在无菌环境里备用；其次接种，选择细胞铺满培养瓶底面积90%左右的细胞进行消化。消化后，吸取1毫升细胞悬浊液加到细胞计数板上，在荧光显微镜下观察并计数，根据实验要求把不同密度的细胞接种到试样表面。每个多孔板要留一个空白孔（只接种细胞，没有试样），方便观察细胞在多孔板里的生长情况；最后培养，按照实验要求更换培养基，方法跟之前一样。

细胞活死实验能定性地表示材料对细胞的毒性。活死染色剂要用PBS配置。Live/Dead荧光染色试剂盒里有两种不同的染色剂原料：钙黄绿素 - AM（Calcein - AM）和溴乙啡锭二聚体（EthD - 1）。在10毫升的PBS溶液里同时加入5微升的Calcein - AM和20微升的EthD - 1就能得到活死染色剂。一般不使用的时候，活死染色剂要避光保存在 - 20℃的环境里。使用时在37℃下避光加热融化，要避免多次冻融活死染色剂。活死染色剂的两种成分分别与活细胞和死细胞发生作用，在特定波长的光下，活细胞会呈现绿色，死细胞呈现红色。活死检测的实验方法如下：细胞接种到样品表面培养一段时间后，把培养基去掉，用无菌PBS清洗3次，把试样转移到新的孔里，考虑到试样的表面积，每个试样表面滴加大约30 - 50微升活死荧光染色剂，避光静置40分钟。在观察之前再用PBS把不需要的活死染色剂洗掉，然后用激光共聚焦显微镜观察拍照。